18.2. Prokarióta génexpresszió szabályozás

Már említettük, hogy a bakteriális gének jó része közös szabályozás alatt álló egységekbe, operonokba szerveződik. Koordináltan szabályozódnak például egy anyagcsere útvonal enzimei (lásd Trp-operon), egy tápanyag hasznosításához szükséges fehérjéket (lásd laktóz-operon) vagy a riboszómális proteineket kódoló gének. Egy operon vázlatos felépítését a 18.10. ábra mutatja be.

18.10. ábra: A bakteriális operonok általános szerkezete

18.10. ábra: A bakteriális operonok általános szerkezete

Az operon egy transzkripciós egység.  Fehérjekódoló szakaszáról policisztronos mRNS íródik át, azaz egy promóterhez több (2-6, maximum 20) ún. „szerkezeti gén” tartozik. A közös szabályozást az operátor régió teszi lehetővé, ami a represszor fehérje kötőhelye (tehát DNS motívum!). Az operátor régió a promótertől downstream irányban, vele sokszor átfedésben helyezkedik el. Ez alapján a transzkripció gátlását egyszerűen magyarázhatjuk – az operátorhoz kötődő represszor egyrészt megakadályozza (vagy legalábbis nehezebbé teszi) az RNS-polimeráz kötődését, másrészt fizikailag gátolja a transzkripció iniciációját (nem engedi, hogy az RNS-polimeráz lokálisan kitekerje a DNS-t). A prokariótákra, mint azt már említettük, az alaphelyzetben „bekapcsolt” gének jellemzőek, ezért a szabályozó fehérjék nagyobb hányada represszor, kisebb hányada aktivátor. Az aktivátor fehérje kötőhelye általában a promótertől upstream irányban helyezkedik el.

A negatív szabályozás (és a pozitív is) kétféleképpen működhet. Az egyik lehetőség, hogy a represszor fehérje önmagában gátol, de ha jelen van egy effektor molekula (az ún. induktor), akkor annak kötődésére a represszor „elengedi” az operátort, disszociál róla, s az operon felszabadul a gátlás alól (lásd 18.11. ábra). Ezt a szabályozást nevezhetjük „negatív-negatív” regulációnak (mivel a negatív szabályozást, a represszor kötődését egy szignál negatív módon befolyásolja, kikapcsolja; erre példa a lac-operon, lásd 18.2.1). A másik lehetőség, hogy a represszor csak egy effektor jelenlétében képes kötődni az operátorhoz, és gátolni a transzkripciót. Ezt hívjuk „negatív-pozitív” szabályozásnak (pl. a Trp-operon, lásd 18.2.2).

A pozitív szabályozás is, a fenti gondolatmenetet követve, kétféle lehet. A „pozitív-pozitív” szabályozás esetén egy molekuláris jel (ligandum, effektor) kötődése esetén tud csak az aktivátor a DNS-sel kölcsönhatásba lépni, s aktiválni a transzkripció iniciációt (példa a CRP/CAP aktivátor a lac-operonnál, lásd 18.2.1). A „pozitív-negatív” szabályozás viszont azt jelenti, hogy az aktivátor az effektor molekula kötésének hatására disszociál, és ezáltal a transzkripció aktivációja megszűnik (visszaesik az alapszintre).

Vegyük észre, hogy a szabályozó molekulák „molekuláris jelek”, allosztérikus modulátorai a represszor és aktivátor fehérjéknek: kötőhelyük nem esik egybe a TF-ek DNS-kötőhelyével (lásd 18.14. ábra).

18.11. ábra: A prokarióta operonok negatív (repressziós) és pozitív (aktiváció) szabályozási sémája.A represszor és az aktivátor kötődését egy allosztérikus effektor kismolekula szabályozza. Ha a represszorhoz az effektor (itt induktor lesz a neve) kötődik, a transzkripció „kikapcsolt” állapota megszűnik (balra fenn; ez „negatív-negatív” szabályozás, amire példa a lac-represszor). Fordított is lehet a helyzet, amikor a represszor csak az effektor jelenlétében kötődik az operátorhoz (balra lenn; ez „negatív-pozitív” szabályozás, például a triptofán-represszor működése). Az aktivátor is lehet, hogy csak az allosztérikus effektor jelenlétében kötődik a DNS-hez (jobbra lenn; ez „pozitív-pozitív” szabályozás, például a CAP/CRP aktivátor működése), végül a negyedik lehetőség (jobbra fenn) ritkább, amikor az aktivátor az effektor jelenlétében nem kötődik a DNS-hez.

18.11. ábra: A prokarióta operonok negatív (repressziós) és pozitív (aktiváció) szabályozási sémája. A represszor és az aktivátor kötődését egy allosztérikus effektor kismolekula szabályozza. Ha a represszorhoz az effektor (itt induktor lesz a neve) kötődik, a transzkripció „kikapcsolt” állapota megszűnik (balra fenn; ez „negatív-negatív” szabályozás, amire példa a lac-represszor). Fordított is lehet a helyzet, amikor a represszor csak az effektor jelenlétében kötődik az operátorhoz (balra lenn; ez „negatív-pozitív” szabályozás, például a triptofán-represszor működése). Az aktivátor is lehet, hogy csak az allosztérikus effektor jelenlétében kötődik a DNS-hez (jobbra lenn; ez „pozitív-pozitív” szabályozás, például a CAP/CRP aktivátor működése), végül a negyedik lehetőség (jobbra fenn) ritkább, amikor az aktivátor az effektor jelenlétében nem kötődik a DNS-hez.

18.2.1. A lac-operon működése

A kólibaktérium fő tápanyaga a glükóz, azonban annak hiányában más szénforrásból, így többek között tejcukorból is tud energiát nyerni. A tejcukor (laktóz, lásd 10.2. fejezet) hasznosításához azonban szükséges legalább két olyan fehérje, amelynek génjei a glikolitikus enzimektől eltérően nem fejeződnek ki állandóan. Ez a két fehérje a diszacharid hidrolízisét végző enzim, a β-galaktozidáz (génje a lacZ) és a tejcukor felvételét végző galaktozid-permeáz (más néven laktóz-permeáz, egy facilitált transzportot végző integráns membránfehérje, lásd 11.5.2.2. fejezet ; génje a lacY). A laktóz hasznosítást koordináltan szabályozó laktóz-operon (röviden lac-operon) tartalmaz egy harmadik „szerkezeti gént” is (lacA), ami egy transzacetiláz enzimet kódol, ami nem esszenciális a laktóz hasznosításhoz (a pontos szerepét nem ismerjük, talán a permeáz által szállított cukorszármazékok detoxifikálását végzi).

(A „szerkezeti gén” a genetikában használt, a biokémiában kissé zavaró kifejezés – arra utal, hogy nem szabályozó génről van szó, mint amilyen a represszort kódoló lacI gén.)

Jacob és Monod itt nem részletezett kísérletei kiderítették, hogy a lacI gén terméke, a lac-represszor fehérje gátolja a három szerkezeti gén átírását, mivel kötődik a lac-operátor régióhoz (lásd 18.12. ábra). A lacI gén közvetlenül a lac-operon előtt (tőle upstream irányban) helyezkedik el, de nem része az operonnak, mivel a lac-represszor fehérje saját promóterről íródik át. Amennyiben megjelenik a kólibaktérium tápközegében a tejcukor, abból valamennyi bekerül a sejtbe, mivel néhány kópia laktóz-permeáz átíródik a represszió alatt álló lac-operonról is. A sejten belül a szintén néhány példányban jelen levő β-galaktozidáz enzim a laktózt allolaktózzá alakítja.

18.12. ábra: A laktóz-operon működési vázlata.A lac-represszor fehérje fő kötőhelye az o1operátor régió, de kötődik a másik két operátor egyikéhez is. Ennek részleteit a főszövegben magyarázzuk el (lásd18.2.1.1.).

18.12. ábra: A laktóz-operon működési vázlata. A lac-represszor fehérje fő kötőhelye az o1 operátor régió, de kötődik a másik két operátor egyikéhez is. Ennek részleteit a főszövegben magyarázzuk el (lásd 18.2.1.1. ).

Az allolaktózban a galaktóz a(1→6) kötéssel kapcsolódik a glükózhoz (lásd 18.13. ábra); a reakciót az enzim ún. „minor” transzglikozilációs aktivitása katalizálja. Fontos megjegyeznünk, hogy a negatív szabályozás nem teljes, mindig történik valamennyi „szivárgás” a represszált génekről, aminek a példánkban biológiai jelentősége is van (azaz a szabályozás gyengeségéből erényt kovácsolt az evolúció).

18.13. ábra: Az induktor szerepet betöltő allolaktóz szintézise.Feltüntettünk egy nem-metabolizálódó laktóz analógot, az IPTG-t is, amit rekombináns fehérjék előállításánál a géntechnológiában használnak.

18.13. ábra: Az induktor szerepet betöltő allolaktóz szintézise. Feltüntettünk egy nem-metabolizálódó laktóz analógot, az IPTG-t is, amit rekombináns fehérjék előállításánál a géntechnológiában használnak.

Az allolaktóz induktorként kötődik a lac-represszorhoz, allosztérikusan befolyásolja a konformációját, aminek az eredményeképpen a represszor disszociál az operátorról, az RNS-polimeráz kötődik a promóterhez és a lac-operon génjei átíródnak. A most már sok példányban megjelenő laktóz-permeáz felveszi a környezetből a tejcukrot, a β-galaktozidáz pedig hidrolizálja azt. Amint lecsökken a tejcukor szintje, lecsökken az induktor koncentrációja is, az allolaktóz disszociál a lac-represszorról, az visszaköt az operátorhoz, s ezzel helyreáll az eredeti gátolt állapot, a szabályozó kör bezárult.

Fontos itt előrevetítenünk, hogy a lac-operon gátlás alól való felszabadulása csak akkor eredményez jelentős mRNS szintézist, ha a baktérium környezetében nincs glükóz. A glükóz hiánya ugyanis pozitív jelként aktiválja a lac-operont, s csak ekkor indul meg a laktóz hasznosítása. A lac-operon tehát kettős, negatív és pozitív szabályozás alatt áll. A pozitív szabályozás részleteit a 18.2.1.2. fejezetben ismertetjük.

Az allolaktóz szintézisét bemutató 18.13. ábrán feltüntettünk egy ún. nem-metabolizálódó induktort, az izopropil-tiogalaktozidot (IPTG), amit a géntechnológia használ nagy mennyiségben fehérjék szabályozott előállítására rekombináns DNS konstrukciók segítségével (lásd 19.7. fejezet).

18.2.1.1. A lac-represszor működése

A lac-represszor 37 kDa méretű monomerekből álló homotetramer fehérje. Három fő szerkezeti egységből épül fel (lásd 18.14. ábra): 1) az N-terminális tetramerizációsdoménből (ez egy amfipatikus α-hélix, s a négy alegység ezen láncrészlete négyláncú coiled-coil szerkezetté áll össze); 2) az induktor-kötő régióból (ami valójában két szerkezeti doménből áll, s az allolaktóz vagy az IPTG a két domén közé ékelődik be; lásd 18.16. ábra); 3) a HTH-típusú DNS-kötő doménből.

A lac-represszor igen nagy affinitással (Kd = 10-13 M) kötődik az operátor régióhoz, ami azt is jelenti, hogy a baktériumsejtben már néhány represszor molekula elegendő az operátor régió lekötésére. A kötés asszociációs sebességi állandója ≈1010 M-1s-1, amely érték azt jelzi, hogy ez a fehérje is, a már említett egydimenziós „csúszással” találja meg a specifikus kötőhelyét.

18.14. ábra: A lac-represszor egy alegységének szerkezeti doménjei (PDB: 1LBG)

18.14. ábra: A lac-represszor egy alegységének szerkezeti doménjei (PDB: 1LBG)

A lac-operon érdekessége, hogy a lac-represszor nem csak a promóterrel átfedő „főoperátorhoz” (o1), hanem kisebb affinitással két másik régióhoz is kötődhet (o2 és o3; lásd 18.12. ábra). Az o2 a lacZ kódoló régiójának a közepén (+410-es pozíció körül az RNS starthelytől számítva), míg az o3 a -90-es pozíció közelében található, a lacI kódoló régióján belül. Mi lehet a szerepe a két extra operátornak?

Fokozzák a represszió mértékét: a lac-represszor csak az o1 operátorhoz kötve körülbelül egy századára csökkenti a lac-promóterről az átírást, viszont a tetramer egyszerre két promóterhez történő kötődése mintegy ezerszeres gátlást okoz. Mai tudásunk szerint a lac-represszor egyszerre két operátorhoz (o1 és o2 vagy o3) kötődik, miközben a két operátor közötti DNS régió kihurkolódik, s körülveszi a tetramert, ezzel is erősebbé téve a kötődést (lásd 18.15. ábra).

18.15. ábra: A lac-represszor tetramer két operátor régióhoz kötődik, amelyek között a DNS kihurkolódik

18.15. ábra: A lac-represszor tetramer két operátor régióhoz kötődik, amelyek között a DNS kihurkolódik

Nézzük meg, milyen hatással van az induktor kötődése a represszor szerkezetére (lásd 18.16. ábra). A ligandum-kötő doménben olyan konformációváltoztás következik be, ami megváltoztatja a tetrameren belül a két DNS-kötő domén helyzetét és a stabilitását is. Ennek a végső következménye az lesz, hogy a represszor disszociál az operátorról.

A 18.16. ábra bal oldalán fő operátorszekvencia jelenlétében kristályosított lac-represszor szerkezetét ábrázoltuk (jól látszik a négyláncú tetramerizációs hélix-köteg, valamint a két-két HTH-domén, amint a két operátor szimmetrikus komplementer láncaihoz kötődnek). Az ábra jobb oldalán a represszor-IPTG komplex kristályszerkezetét mutatjuk be. A ligandum-kötő és a tetramerizációs doménben csak kis különbségek látszanak, de a DNS-kötő domén „eltűnt”. Valójában a domének belső flexibilitása megnövekedett, ezért a kristályban „nem látszanak”, nem lehetett őket modellezni. Ez a szerkezeti bizonyítéka, hogy a ligandum-kötött represszor nem tud kötődni az operátor DNS-hez.

18.16. ábra: A tetramer lac-represszor térszerkezete induktor nélkül (bal) és induktor jelenlétében (jobb).A bal oldali térszerkezet a két DNS-operátor régiót is tartalmazza, amihez a két-két HTH-doménen keresztül kötődik a represszor (a tetramer fehérje négy alegységét különböző színnel jelöltük). A jobb oldali kristályszerkezeti modellben HTH-domének nem látszanak, mivel az induktor-kötődés (IPTG: piros) hatására ez a domén mozgékonnyá vált. (PDB: 1LBG, 1LBH)

18.16. ábra: A tetramer lac-represszor térszerkezete induktor nélkül (bal) és induktor jelenlétében (jobb). A bal oldali térszerkezet a két DNS-operátor régiót is tartalmazza, amihez a két-két HTH-doménen keresztül kötődik a represszor (a tetramer fehérje négy alegységét különböző színnel jelöltük). A jobb oldali kristályszerkezeti modellben HTH-domének nem látszanak, mivel az induktor-kötődés (IPTG: piros) hatására ez a domén mozgékonnyá vált. (PDB: 1LBG, 1LBH)

18.2.1.2. A lac-operon pozitív szabályozása

Jeleztük az előző alfejezetben, hogy lac-operon valós működése az eddig bemutatott képnél bonyolultabb, ugyanis pozitív szabályozás alatt is áll. Glükóz jelenlétében nem volna gazdaságos, ha a körülményesebben hasznosítható laktózt vagy más, a környezetben jelen levő cukrot „fogyasztana” a baktériumsejt. Ezért glükóz és laktóz jelenlétében hiába szűnik meg a lac-represszor gátlása a már ismertetett mechanizmussal, a lac-promóterről és más cukrok hasznosításához szükséges géneket kódoló operonokról (pl. arabinóz-operon) a transzkripció csak „félgőzzel” folyik. Ezt a jelenséget katabolit repressziónak hívjuk. (Az elnevezés ne tévesszen meg bennünket, mivel nem a génexpresszió gátlására utal a név, hiszen a katabolizmushoz szükséges operonokról történik expresszió, de csekélyebb mértékben.)

Mi lehet a jelenség hátterében? A válasz a promóter szekvenciájában rejlik (lásd 18.2. táblázat). A lac-promóteren belül ugyanis a -10-es és -35-ös régiója is eltér az erős transzkripciót biztosító konszenzus szekvenciától, következésképpen az RNS-polimeráz s-alegysége a lac-promóterhez gyengébben köt, mint a konszenzus szekvenciát tartalmazó promóterekhez. Ezen segít az operon pozitív szabályozása.

18.2. táblázat: A lac-promóter összehasonlítása az E. coli konszenzus promóter szekvenciájával

18.2. táblázat: A lac-promóter összehasonlítása azE. colikonszenzus promóter szekvenciájával

Glükóz jelenlétében a cAMP szintézis gátlódik illetve a cAMP sejtből történő eltávolítása (efflux) fokozódik. Amint a környezetből a glükóz eltűnik, a sejten belül a cAMP koncentráció növekszik. (A cAMP-t a bakétriumok „éhségszignáljának” is nevezik. Az eukariótákban betöltött másodlagos hírvivő szerepéről szó volt a 17.3.3. fejezetben.) A cAMP allosztérikus effektorként kötődik a CRP/CAP (cAMP receptor protein / catabolite gene activator protein) aktivátor fehérjéhez. A CRP/CAP egy homodimer fehérje, két HTH-domént tartalmaz, s a cAMP-vel komplexben köt a lac-promóter aktivátor kötőhelyéhez, ami a -60-as pozíció körül helyezkedik el és az operátorhoz hasonlóan részleges fordított ismétlődő szekvenciát tartalmaz (lásd 18.17. ábra).

18.17. ábra: A lac-operon aktivátor-kötő régiója, amihez a CRP/CAP fehérje kötődik

18.17. ábra: A lac-operon aktivátor-kötő régiója, amihez a CRP/CAP fehérje kötődik

Az CRP/CAP-cAMP kötődésének hatására a DNS kissé meghajlik, ami megkönnyíti az aktivátorral közvetlenül kapcsolódó RNS-polimeráz számára a transzkripciós buborék kialakítását. A 18.18. ábra jól látszik a meghajló DNS, valamint az RNS-polimerázzal kölcsönhatásba lépő molekulafelszín. A közvetlen fizikai kapcsolat erősebbé és hatékonyabbá teszi az RNS-polimeráz promóterkötését, ezáltal a lac-operon génjeinek transzkripcióját mintegy ötvenszeresére fokozza.

18.18. ábra: A CRP/CAP fehérje kötődése a lac-operon aktivátor kötőhelyéhez.A homodimer CRP/CAp két lánca világoskék és zöld, az allosztérikus effektor cAMP golyóábrázolással piros. A fehérjén lila szín jelöli az RNS-polimerázzal kölcsönhatásba lépő felszínt. (PDB: 1RUN)

18.18. ábra: A CRP/CAP fehérje kötődése a lac-operon aktivátor kötőhelyéhez. A homodimer CRP/CAp két lánca világoskék és zöld, az allosztérikus effektor cAMP golyóábrázolással piros. A fehérjén lila szín jelöli az RNS-polimerázzal kölcsönhatásba lépő felszínt. (PDB: 1RUN)

A lac-operon pozitív szabályozásának összefoglaló sémáját, a 18.19. ábra mutatja be.

Az E. coli genomban sok CRP/CAP kötőhelyet lehetett azonosítani, azaz az aktivátor egyszerre számos operon működését tudja fokozni. A koordináltan működő operonokat regulonnak nevezi a szakirodalom.

18.19. ábra: A lac-operon pozitív szabályozásának sémája.A CRP/CAP fehérje csak az allosztérikus modulátor cAMP („éhségszignál”) jelenlétében kötődik az aktivátor régióhoz.

18.19. ábra: A lac-operon pozitív szabályozásának sémája. A CRP/CAP fehérje csak az allosztérikus modulátor cAMP („éhségszignál”) jelenlétében kötődik az aktivátor régióhoz.

18.2.2. A Trp-operon és az attenuáció

Az E. coli mind a húsz fehérjealkotó aminosav szintézisére képes. A bioszintetikus utakat végző enzimeket kódoló gének operonokba szerveződnek. Ha egy aminosavból elegendő áll a sejt rendelékezésére, az adott operont specifikus represszora gátlás alatt tartja; amikor fogytán az aminosav, a gátlás alól az operont fel kell szabadítani. Ezek a bioszintetikus utakat szabályozó operonok általában „negatív-pozitív” szabályozás alatt állnak, azaz a végtermék, az adott aminosav szabályozza allosztérikusan az operon represszorát, ami csak a jelenlétében (pozitív szignál) kötődik az operátor régióhoz.

A fenti sémát követi a Trp-operon is amely öt, a triptofán szintéziséhez szükséges enzimet kódoló gén expresszióját szabályozza. A Trp-represszor 107 aminosavból álló homodimer, HTH-doménen keresztül kötődik az operátor régiójához, de csak akkor, ha alegységenként egy triptofán kötődik hozzá (lásd 18.20. ábra). A represszió ~70-szeres gátlást biztosít, azaz a gátolatlan átírás 1/70-ed részére, másfél százalékára csökken a represszált gének expressziója.

18.20. ábra: A Trp-represszor fehérje DNS-kötő HTH-doménje és az operátor DNS komplexe (PDB: 1TRO)

18.20. ábra: A Trp-represszor fehérje DNS-kötő HTH-doménje és az operátor DNS komplexe (PDB: 1TRO)

Azonban a szabályozás itt nem ér véget, ugyanis erre a kizárólag transzkripciós szabályozásra ráépül egy további negatív, de a transzkripció és a transzláció kapcsoltságán alapuló szabályozási mechanizmus, az attenuáció (csillapítás). Ezzel a második szintű negatív szabályozással a transzkripció a „bekapcsolt” érték 700-ad részére csökken. A kettős szabályozás sémáját a 18.21. ábra szemlélteti.

18.21. ábra: A Trp-operont az attenuátor régió negatívan szabályozza

18.21. ábra: A Trp-operont az attenuátor régió negatívan szabályozza

Az attenuációért a promótertől 3’-irányban, az átírt mRNS elején, a 162 nukleotidból álló az ún. vezető(leader) szekvenciában található attenuátor régió felelős (lásd 18.22. ábra). A vezető szekvencia eleje egy 13 aminosavból álló vezetőpeptidet kódol, benne két Trp kodonnal. A szekvencia három olyan régióval folytatódik, amelyek közül a középső (3-as) a 2. és 4. szekvenciával (de egyszerre természetesen csak az egyikkel) láncon belüli bázispárosodással kétszálú hajtű régiókat (hairpin loop) tud kialakítani. Ezek a 2:3-as hurok illetve 3:4-es hurok.

Ha elegendő Trp van a sejtben, a transzkripció kezdete után a megjelenő mRNS 5’ régiójához azonnal hozzáköt egy riboszóma, s a vezetőpeptidet kódoló RNS szakasz gyorsan leolvasásra kerül, mint azt a 18.22. ábra szemlélteti.

A riboszóma tehát fizikailag elfedi a 2-es régiót, miközben a 3-es és 4-es régió létrejön a transzkripció során. Ennek az lesz a következménye, hogy nem a 2:3-as hurok, hanem a 3:4-es hurok alakul ki. Ez utóbbi viszont egy tipikus transzkripciós terminációs jel (Rho-protein független termináció, lásd 14.4. fejezet), ami leállítja a transzkripciót, mivel az RNS-polimeráz disszociál a templátról.

Ha a sejten belüli Trp-szint lecsökken, a riboszóma ugyan elkezdi a vezetőpeptid szintézisét, de a Trp kodonokonál elakad, mivel nincs triptofánnal felöltött tRNS a továbblépéshez. Ebben az esetben a 2. régió nem fedődik el, és a stabilabb 2:3-as mRNS hurok alakul ki, tehát nem jön létre a transzkripciós terminációs jel („antitermináció”). Az RNS-polimeráz ezáltal továbbhaladhat és átírhatja a Trp szintézishez szükséges enzimek génjeit is (lásd 18.22. ábra).

A legtöbb bioszintetikus aminosav-operon szabályozásában részt vesz az attenuáció. Hatékonyságát jelzi, hogy a His-operonban nincs szükség represszor fehérjére, ez a „csillapítási” mechanizmus egyedül is ki tudja kapcsolni a transzkripciót.

18.22. ábra: Attenuáció mechanizmusának sematikus ábrázolása.Elegendő Trp aminosav jelenlétében a vezető peptid átíródik a mRNS 5’-régiójáról, miközben az mRNS-en, még a „szerkezeti géneket” kódoló régió előtt kialakuló attenuátor struktúra transzkripció terminációt okoz. Ha nincs elegendő Trp, akkor a transzkripcióval egyidőben folyó transzláció a vezető peptidet kódoló RNS Trp kodonjainál elakad (nincs Trp-tRNS a sejtben), az attenuátor hajtűkanyar helyett egy terminációt nem okozó mRNS hajtűkanyar alakul ki, a Trp szintézis génjei átíródnak.

18.22. ábra: Attenuáció mechanizmusának sematikus ábrázolása. Elegendő Trp aminosav jelenlétében a vezető peptid átíródik a mRNS 5’-régiójáról, miközben az mRNS-en, még a „szerkezeti géneket” kódoló régió előtt kialakuló attenuátor struktúra transzkripció terminációt okoz. Ha nincs elegendő Trp, akkor a transzkripcióval egyidőben folyó transzláció a vezető peptidet kódoló RNS Trp kodonjainál elakad (nincs Trp-tRNS a sejtben), az attenuátor hajtűkanyar helyett egy terminációt nem okozó mRNS hajtűkanyar alakul ki, a Trp szintézis génjei átíródnak.